Parameters of Miscanthus × giganteus photosystem under the influence of weather conditions

О. І. Присяжнюк; О. А. Маляренко; С. В. Пенькова; О. В. Вороненко

doi:10.47414/na.13.1.2025.326533

Автор(и)

О. І. Присяжнюк Інститут біоенергетичних культур і цукрових буряків НААН, Україна https://orcid.org/0000-0002-4639-424X
О. А. Маляренко Інститут біоенергетичних культур і цукрових буряків НААН , Україна https://orcid.org/0000-0002-9309-4020
С. В. Пенькова Білоцерківський національний аграрний університет, Україна https://orcid.org/0000-0001-6256-3122
О. В. Вороненко Інститут кібернетики імені В.М. Глушкова НАН України, Україна https://orcid.org/0000-0002-5022-8017

DOI:

https://doi.org/10.47414/na.13.1.2025.326533

Ключові слова:

індукція флуоресценції хлорофілу, Fo, Fj, Fi, Fm, Fv, Fv/Fm, Fv/Fo

Анотація

Мета. Установити особливості стану фотосистеми міскантусу гігантського під впливом погодних умов. Методи. Польові дослідження проводили на Білоцерківській дослідно-селекційній станції Інституту біоенергетичних культур і цукрових буряків НААН упродовж 2022–2024 рр. У процесі дослідження вимірювали такі параметри флуоресценції хлорофілу: Fo – мінімальна достовірна інтенсивність флуоресценції при 40 мкс; Fj – інтенсивність флуоресценції на J-кроці (при 2 мс); Fi – інтенсивність флуоресценції на I-кроці (за 30 мс); Fm – максимальна інтенсивність флуоресценції на P-кроці; Fv – максимальна змінна флуоресценція; Fv/Fm – фотохімічна ефективність або квантова ефективність; Fv/Fo – ефективність початкових реакцій фотосинтезу; φPo – максимальний квантовий вихід первинної фотохімії (при t = 0); VJ – відносна змінна флуоресценція на J-кроці; VI – відносна змінна флуоресценція на I-кроці; ψEo – ефективність / ймовірність, завдяки якій захоплений екситон, викликавши відновлення QA до QA⁻, може перемістити електрон далі, ніж QA⁻, у міжсистемний ланцюг транспортування електронів; ψRo – ефективність / ймовірність, з якою захоплений електрон PSII переноситься до акцепторів PSI; δRo – ефективність / ймовірність, з якою електрон із міжсистемних носіїв електронів рухається до зменшення кінцевих акцепторів електронів на стороні акцептора PSI (RE). Результати. Досліджено, що в усі роки досліджень рослини міскантусу зазнавали дії стресу, спричиненого нестачею вологи в ґрунті та високою температурою повітря. Зокрема, у 2022 році спостерігали значний дефіцит вологи у першій половині вегетації, коли рослини міскантусу активно формували вегетативну масу. У 2023 році пройшли сильні дощі на початку відновлення вегетації міскантусу, а значне підвищення середньодобових температур повітря відбувалось в серпні. Погодні умови 2024 року не були подібні до попередніх років дослідження, оскільки вже починаючи з квітня рослини зазнавали впливу високих середньодобових температур повітря, а посушливі умови вегетації сформувались вже у червні. На додачу, висока температура повітря протрималася до кінця вегетаційного періоду міскантусу. Висновки. Аналіз базових показників кривої індукції флуоресценції хлорофілу (Fo, Fj, Fi, Fm, Fv, Fv/Fm, Fv/Fo та φ_Po) показує наявність сильних та дуже сильних кореляційних зав’язків між елементами погоди та цими змінними, що може засвідчувати їх придатність для визначення стресу рослин міскантусу від впливу погодних умов під час вегетації. Проте, у цьому досліджені, ці показники не виявили селективності щодо визначення стресу через водний дефіцит або високі температури повітря. Тобто стан фотосистеми рослин можна визначити як такий що піддається стресу без точного встановлення виду стресу, особливо у випадку комбінованого стресу. Тому в подальших дослідженнях слід шукати взаємозв‘язки між окремими параметрами фотосистеми міскантусу й факторами стресу.

Посилання

Adams, W. W., & Demmig-Adams, B. (2004). Chlorophyll fluorescence as a tool to monitor plant response to the environment. In G. C. Papageorgiou, & G. Govindjee (Eds.), Chlorophyll a Fluorescence. Advances in Photosynthesis and Respiration (Vol. 19, pp. 583–604). Springer. https://doi.org/10.1007/978-1-4020-3218-9_22

Ajigboye, O. O., Bousquet, L., Murchie, E. H., & Ray, R. V. (2016). Chlorophyll fluorescence parameters allow the rapid detection and differentiation of plant responses in three different wheat pathosystems. Functional Plant Biology, 43(4), 356–369. https://doi.org/10.1071/FP15280

Araus, J. L., & Cairns, J. E. (2014). Field high-throughput phenotyping: The new crop breeding frontier. Trends in Plant Science, 19(1), 52–61. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2013.09.008

Ayyaz, A., Farooq, M. A., Dawood, M., Majid, A., Javed, M., Athar, H. U. R., Bano, H., & Zafar, Z. U. (2021). Exogenous melatonin regulates chromium stress‐induced feedback inhibition of photosynthesis and antioxidative protection in Brassica napus cultivars. Plant Cell Reports, 40(11), 2063–2080. https://doi.org/10.1007/s00299-021-02769-3

Bartlett, M. K., Klein, T., Jansen, S., Choat, B., & Sack, L. (2016). The correlations and sequence of plant stomatal, hydraulic, and wilting responses to drought. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 113(46), 13098–13103. https://doi.org/10.1073/pnas.1604088113

Becker, H. C., & Léon, J. (1988). Stability analysis in plant breeding. Plant Breeding, 101(1), 1–23. https://doi.org/10.1111/j.1439-0523.1988.tb00261.x

Beringer, T., Lucht, W., & Schaphoff, S. (2011). Bioenergy production potential of global biomass plantations under environmental and agricultural constraints. GCB Bioenergy, 3(4), 299–312. https://doi.org/10.1111/j.1757-1707.2010.01088.x

Berka, M., Kopecká, R., Berková, V., Brzobohatý, B., & Černý, M. (2022). Regulation of heat shock proteins 70 and their role in plant immunity. Journal of Experimental Botany, 73(7), 1894–1909. https://doi.org/10.1093/jxb/erab549

Chi, Y. H., Koo, S. S., Oh, H. T., Lee, E. S., Park, J. H., Phan, K. A. T., Wi, S. D., Bae, S. B., Paeng, S. K., Chae, H. B., Kang, C. H., Kim, M. G., Kim, W.-Y., Yun, D.-J., & Lee, S. Y. (2019). The physiological functions of universal stress proteins and their molecular mechanism to protect plants from environmental stresses. Frontiers in Plant Science, 10, Article number 750. https://doi.org/10.3389/fpls.2019.00750

Chum, H., Faaij, A., Moreira, J., Berndes, G., Dhamija, P., Dong, H., & Pingoud, K. (2011). Bioenergy. In O. Edenhofer, R. Pichs-Madruga, Y. Sokona, K. Seyboth, P. Matschoss, S. Kadner, T. Zwickel, P. Eickemeier, G. Hansen, S. Schlomer, & C. Von Stechow (Eds.), IPCC special report on renewable energy sources and climate change mitigation (pp. 209–332). Cambridge University Press. https://www.ipcc.ch/site/assets/uploads/2018/03/Chapter-2-Bioenergy-1.pdf

Clifton-Brown, J., Harfouche, A., Casler, M. D., Dylan Jones, H., Macalpine, W. J., Murphy-Bokern, D., Smart, L. B., Adler, A., Ashman, C., Awty-Carroll, D., Bastien, C., Bopper, S., Botnari, V., Brancourt-Hulmel, M., Chen, Z., Clark, L. V., Cosentino, S., Dalton, S., Davey, C., … Lewandowski, I. (2019). Breeding progress and preparedness for mass-scale deployment of perennial lignocellulosic biomass crops: Switchgrass, miscanthus, willow, and poplar. Global Change Biology Bioenergy, 11(1), 118–151. https://doi.org/10.1111/gcbb.12566

Daioglou, V., Doelman, J. C., Wicke, B., Faaij, A., & van Vuuren, D. P. (2019). Integrated assessment of biomass supply and demand in climate change mitigation scenarios. Global Environmental Change, 54, 88–101. https://doi.org/10.1016/j.gloenvcha.2018.11.012

Dechant, B., Ryu, Y., Badgley, G., Zeng, Y., Berry, J. A., Zhang, Y., Goulas, Y., Li, Z., Zhang, Q., Kang, M., Li, J., & Moya, I. (2020). Canopy structure explains the relationship between photosynthesis and sun-induced chlorophyll fluorescence in crops. Remote Sensing of Environment, 241, Article number 111733. https://doi.org/10.1016/j.rse.2020.111733

Dondini, M., Hastings, A., Saiz, G., Jones, M. B., & Smith, P. (2009). The potential of Miscanthus to sequester carbon in soils: Comparing field measurements in Carlow, Ireland, to model predictions. GCB Bioenergy, 1(6), 413–425. https://doi.org/10.1111/j.1757-1707.2010.01033.x

Flexas, J., & Carriquı́, M. (2020). Photosynthesis and photosynthetic efficiencies along the terrestrial plant’s phylogeny: Lessons for improving crop photosynthesis. The Plant Journal, 101(4), 964–978. https://doi.org/10.1111/tpj.14651

Gonçalves, J. F. C., & dos Santos, U. M. Jr. (2005). Utilization of the chlorophyll a fluorescence technique as a tool for selecting tolerant species to environments of high irradiance. Brazilian Journal of Plant Physiology, 17(3), 307–313. https://doi.org/10.1590/S1677-04202005000300005

Gu, J., Zhou, Z., Li, Z., Chen, Y., Wang, Z., Zhang, H., & Yang, J. (2017). Photosynthetic properties and potentials for improvement of photosynthesis in pale green leaf rice under high light conditions. Frontiers in Plant Science, 8, Article number 1082. https://doi.org/10.3389/fpls.2017.01082

Guo, Y. P., Guo, D. P., Peng, Y., & Chen, J.-S. (2005). Photosynthetic responses of radish (Raphanus sativus var. longipinnatus) plants to infection by turnip mosaic virus. Photosynthetica, 43(3), 457–462. https://doi.org/10.1007/s11099-005-0073-3

Hastings, A., Clifton-Brown, J., Wattenbach, M., Stampfl, P., Mitchell, C. P., & Smith, P. (2009). Future energy potential of Miscanthus in Europe. Global Change Biology Bioenergy, 1(2), 180–196. https://doi.org/10.1111/j.1757-1707.2009.01012.x

Herritt, M. T., & Fritschi, F. B. (2020). Characterization of photosynthetic phenotypes and chloroplast ultrastructural changes of soybean (Glycine max) in response to elevated air temperatures. Frontiers in Plant Science, 11, Article number 153. https://doi.org/10.3389/fpls.2020.00153

Huner, N. P. A., Öquist, G., Hurry, V. M., Krol, M., Falk, S., & Griffith, M. (1993). Photosynthesis, photoinhibition and low temperature acclimation in cold tolerant plants. Photosynthesis Research, 37(1), 358–364. https://doi.org/10.1007/BF02185436

Irfan, M., Hasan, S. A., Hayat, S., & Ahmad, A. (2015). Photosynthetic variation and yield attributes of two mustard varieties against cadmium phytotoxicity. Cogent Food & Agriculture, 1(1), Article number 1106186. https://doi.org/10.1080/23311932.2015.1106186

Jacob, P., Hirt, H., & Bendahmane, A. (2017). The heat-shock protein/chaperone network and multiple stress resistance. Plant Biotechnology Journal, 15(4), 405–414. https://doi.org/10.1111/pbi.12659

Jafarinia, M., & Shariati, M. (2012). Effects of salt stress on photosystem II of canola plant (Brassica napus L.) probed by chlorophyll a fluorescence measurements. Iranian Journal of Science and Technology (Sciences), 36(1), 71–76. https://doi.org/10.22099/ijsts.2012.2058

Kalaji, H. M., Bąba, W., Gediga, K., Goltsev, V., Samborska, I., Cetner, M. D., Dimitrova, S., Piszcz, U., Bielecki, K., Karmowska, K., Dankov, K., & Kompała-Bąba, A. (2017). Chlorophyll fluorescence as a tool for nutrient status identification in rapeseed plants. Photosynthesis Research, 136(3), 329–343. https://doi.org/10.1007/s11120-017-0467-7

Kalaji, H. M., Goltsev, V. N., Żuk-Golaszewska, K., Zivcak, M., & Brestic, M. (2017). Chlorophyll fluorescence: Understanding crop performance – basics and applications. CRC Press. https://doi.org/10.1201/9781315153605

Kauser, R., Athar, H. U. R., & Ashraf, M. (2006). Chlorophyll fluorescence: A potential indicator for rapid assessment of water stress tolerance in canola (Brassica napus L.). Pakistan Journal of Botany, 38(5), 1501–1509.

Khan, S., Jabeen, R., Deeba, F., Waheed, U., Khanum, P., & Iqbal, N. (2021). Heat shock proteins: Classification, functions and expressions in plants during environmental stresses. Journal of Bioresource Management, 8(2), 85–97. https://doi.org/10.35691/JBM.1202.0183

Khazaei, H., Wach, D., Pecio, A., Vandenberg, A., & Stoddard, F. L. (2019). Genetic analysis of photosynthesis‐related traits in faba bean (Vicia faba) for crop improvement. Plant Breeding, 138(6), 761–769. https://doi.org/10.1111/pbr.12716

Krause, A., Haverd, V., Poulter, B., Anthoni, P., Quesada, B., Rammig, A., & Arneth, A. (2019). Multimodel analysis of future land use and climate change impacts on ecosystem functioning. Earth’s Future, 7(7), 833–851. https://doi.org/10.1029/2018EF001123

Lascano, H. R., Melchiorre, M. N., Luna, C. M., & Trippi, V. S. (2003). Effect of photo-oxidative stress induced by paraquat in two wheat cultivars with differential tolerance to water stress. Plant Science, 164(5), 841–848. https://doi.org/10.1016/S0168-9452(03)00073-6

Lepeduš, H., Brkić, I., Cesar, V., Jurković, V., Antunović, J., Jambrović, A., Brkić, J., & Šimić, D. (2012). Chlorophyll fluorescence analysis of photosynthetic performance in seven maize inbred lines under water-limited conditions. Periodicum Biologorum, 114(1), 73–76.

Li, W., Ciais, P., Makowski, D., & Peng, S. (2018). A global yield dataset for major lignocellulosic bioenergy crops based on field measurements. Scientific Data, 5(180), Article number 169. https://doi.org/10.1038/sdata.2018.169

Mable, B. K. (2019). Conservation of adaptive potential and functional diversity: Integrating old and new approaches. Conservation Genetics, 20(1), 89–100. https://doi.org/10.1007/s10592-018-1129-9

Marchin, R. M., Ossola, A., Leishman, M. R., & Ellsworth, D. S. (2020). A simple method for simulating drought effects on plants. Frontiers in Plant Science, 10, Article number 1715. https://doi.org/10.3389/fpls.2019.01715

Marcińska, I., Czyczyło-Mysza, I., Skrzypek, E., Filek, M., Grzesiak, S., Grzesiak, M. T., Janowiak, F., Hura, T., Dziurka, M., & Dziurka, K. (2013). Impact of osmotic stress on physiological and biochemical characteristics in drought-susceptible and drought-resistant wheat genotypes. Acta Physiologiae Plantarum, 35(2), 451–461. https://doi.org/10.1007/s11738-012-1088-6

Mason, P. M., Glover, K., Smith, J. A. C., Willis, K. J., Woods, J., & Thompson, I. P. (2015). The potential of CAM crops as a globally significant bioenergy resource: Moving from “fuel or food” to “fuel and more food”. Energy & Environmental Science, 8(8), 2320–2329. https://doi.org/10.1039/c5ee00242g

McAusland, L., Atkinson, J. A., Lawson, T., & Murchie, E. H. (2019). High throughput procedure utilising chlorophyll fluorescence imaging to phenotype dynamic photosynthesis and photoprotection in leaves under controlled gaseous conditions. Plant Methods, 15(1), Article 109. https://doi.org/10.1186/s13007-019-0485-x

Middleton, E. M., Huemmrich, K. F., Zhang, Q., Campbell, P. K. E., & Landis, D. R. (2019). Photosynthetic efficiency and vegetation stress. In P. S. Thenkabail, J. G. Lyon, & A. Huete (Eds.), Biophysical and Biochemical Characterization and Plant Species Studies (pp. 133–179). CRC Press. https://doi.org/10.1201/9780429431180-5

Pandey, R., Vengavasi, K., & Hawkesford, M. J. (2021). Plant adaptation to nutrient stress. Plant Physiology Reports, 26(4), 583–586. https://doi.org/10.1007/s40502-021-00636-7

Pineda, M., Barón, M., & Pérez-Bueno, M.-L. (2020). Thermal imaging for plant stress detection and phenotyping. Remote Sensing, 13(1), Article number e68. https://doi.org/10.3390/rs13010068

Quero, G., Bonnecarrère, V., & Simondi, S. (2020). Genetic architecture of photosynthesis energy partitioning as revealed by a genome‐wide association approach. Photosynthesis Research, 150(1–3), 97–115. https://doi.org/10.1007/s11120-020-00721-2

Saglam, A., Chaerle, L., Van der Straeten, D., & Valcke, R. (2020). Promising monitoring techniques for plant science: Thermal and chlorophyll fluorescence imaging. In P. Ahmad, M. A. Ahanger, M. N. Alyemeni, & P. Alam (Eds.), Photosynthesis, productivity, and environmental stress (pp. 241–266). John Wiley & Sons. https://doi.org/10.1002/9781119501800.ch12

Signorelli, S., Tarkowski, Ł. P., O’Leary, B., Tabares-da Rosa, S., Borsani, O., & Monza, J. (2021). GABA and Proline Metabolism in Response to Stress. In D. K. Gupta, & F. J. Corpas (Eds.), Plant in Challenging Environments (pp. 291–314). Springer International Publishing. https://doi.org/10.1007/978-3-030-77477-6_12

Snowdon, R. J., Wittkop, B., Chen, T. W., & Stahl, A. (2021). Crop adaptation to climate change as a consequence of long-term breeding. Theoretical and Applied Genetics, 134(6), 1613–1623. https://doi.org/10.1007/s00122-020-03729-3

Stirbet, A., & Govindjee. (2012). Chlorophyll a fluorescence induction: A personal perspective of the thermal phase, the J–I–P rise. Photosynthesis Research, 113(1–3), 15–61. https://doi.org/10.1007/s11120-012-9754-5

Strasser, R. J., Tsimilli‐Michael, M., Qiang, S., & Goltsev, V. (2010). Simultaneous in vivo recording of prompt and delayed fluorescence and 820‐nm reflection changes during drying and after rehydration of the resurrection plant Haberlea rhodopensis. Biochimica et Biophysica Acta, 1797(6–7), 1313–1326. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2010.03.008

Strasser, R. J., Tsimilli‐Michael, M., & Srivastava, A. (2004). Analysis of the chlorophyll fluorescence transient. In G. C. Papageorgiou, & Govindjee (Eds.), Chlorophyll fluorescence: A signature of photosynthesis. Advances in Photosynthesis and Respiration (pp. 321–362). Springer.

Tsai, Y. C., Chen, K. C., Cheng, T. S., Lee, C., Lin, S. H., & Tung, C. W. (2019). Chlorophyll fluorescence analysis in diverse rice varieties reveals the positive correlation between seedling salt tolerance and photosynthetic efficiency. BMC Plant Biology, 19(1), Article number 403. https://doi.org/10.1186/s12870-019-1983-8

Tsytsiura, Y. (2022). Chlorophyll fluorescence induction method in assessing the efficiency of pre-sowing agro‐technological construction of the oilseed radish (Raphanus sativus L. var. oleiformis Pers.) agrocenosis. Agronomy Research, 20(3), 682–724. https://doi.org/10.15159/ar.22.062

Tsytsiura, Y. H. (2020). Modular‐vitality and ideotypical approach in evaluating the efficiency of construction of oilseed radish agrophytocenosises (Raphanus sativus var. oleifera Pers.). Agraarteadus, 31(2), 219–243. https://doi.org/10.15159/jas.20.27

Urban, O., Hlaváčová, M., Klem, K., Novotná, K., Rapantová, B., Smutná, P., Horáková, V., Hlavinka, P., Škarpa, P., & Trnka, M. (2018). Combined effects of drought and high temperature on photosynthetic characteristics in four winter wheat genotypes. Field Crops Research, 223, 137–149. https://doi.org/10.1016/j.fcr.2018.02.029

Valcke, R. (2021). Can chlorophyll fluorescence imaging make the invisible visible? Photosynthetica, 59(SI), 381–398. https://doi.org/10.32615/ps.2021.017

van Bezouw, R. F., Keurentjes, J. J., Harbinson, J., & Aarts, M. G. (2019). Converging phenomics and genomics to study natural variation in plant photosynthetic efficiency. Plant, 97(1), 112–133. https://doi.org/10.1111/tpj.14190

Humentyk, M. Ya., Radeiko, B. M., Fuchylo, Ya. D., Sinchenko, V. M., Hanzhenko, O. M., Bondar, V. S., Fursa, A. V., Kvak, V. M., Kharitonov, M. M., & Katelevskyi, V. M. (2018). Cultivation of bioenergy crops. M. Ya. Humentyk (Eds.). TsP Komprynt. [In Ukrainian]

Ermantraut, E. R., Prysiazhniuk, O. I., & Shevchenko, I. L. (2007). Statistical analysis of agronomic research data using the Statistica 6.0 package. PolihrafConsaltynh. [In Ukrainian]

Kurylo, V. L., Hanzhenko, O. M., Humentyk, M. Ya., Kvak, V. M., Zykov, P. Yu., Fuchylo, Ya. D., Khivrych, O. B., Honcharuk, H. S., Smirnykh, V. M., Horobets, A. M., Dubovyi, Yu. P., & Zamoiskyi, O. I. (2016). Methodological recommendations for the cultivation and processing of giant miscanthus. TsP Komprynt. [In Ukrainian]

Roik, M. V., Sinchenko, V. M., Ivashchenko, O. O., Pyrkin, V. I., Kvak, V. M., Humentyk, M. Ya., Hanzhenko, O. M., Sabluk, V. T., Hryshchenko, O. M., Fuchylo, Ya. D., Honcharuk, H. S., Furman, V. A., Suslyk, L. O., Makukh, Ya. P., Remeniuk, S. O., Ivanina, V. V., Fursa, A. V., Bondar, V. S., Bekh, N. S., … Katelevskyi, V. M. (2019). Miscanthus in Ukraine. FOP Yamchynskyi O. V. [In Ukrainian]

Prysiazhniuk, O. I., Klymovych, N. M., Polunina, O. V., Yevchuk, Y. V., Tretiakova, S. O., Kononenko, L. M., Voitovska, V. I., & Mykhailovyn, Y. M. (2021). Methodology and organization of scientific research in agriculture and food technologies. Nilan-LTD. [In Ukrainian]