Вплив солей кадмію на ріст і розвиток сорго (Sorghum) у культурі in vitro
DOI:
https://doi.org/10.47414/na.12.3.2024.316783Ключові слова:
види сорго, іони металів, кадмій, концентрації, життєздатні й некротичні пагони, біометричні показникиАнотація
Мета. Установити вплив різних концентрацій солей кадмію на ріст і розвиток пагонів різних видів сорго в умовах in vitro та провести добір толерантних форм у процесі створення вихідного матеріалу, стійкого до абіотичних чинників.
Методи. Досліджували різні види сорго: зернове, віничне, суданське та сориз. За контроль брали сорго звичайне (двокольорове) сорту ‘Степовий 8’. Живильні середовища готували за стандартним прописом Мурасіге – Скуга. Насіння сорго стерилізували за допомогою комерційного розчину Білизни. Клональне мікророзмноження проводили шляхом прямої селекції із додаванням хлориду (CdCl₂) та сульфату (CdSO₄) кадмію у концентраціях від 1,0 до 45,0 мг/л. Одержані в результаті культивування пагони оцінювали на 3 та 7 добу, зокрема фіксували відсоток життєздатних, некротичних і загиблих пагонів, а також їх біометричні показники.
Результати. Рівень стійкості рослин сорго варіював залежно як від виду культури, так і типу солі кадмію та її концентрації. Найвищою стійкістю відзначається сорго суданське, тоді як найчутливішим є сорго віничне. Ця тенденція простежувалась у разі застосування як хлориду, так і сульфату кадмію. За концентрації CdCl₂ 10,0 мг/л життєздатність пагонів в усіх варіантах залишалася високою (від 82 до 95 %). Підвищення концентрації до 15,0 мг/л спричиняло зниження життєздатності до 70–87 %, а при 20,0 мг/л – до 44–54 %. Концентрації 30,0 мг/л і більше були критичними, життєздатність пагонів зменшувалась до 2–12 %. Максимально токсична концентрація (45,0 мг/л) призвела до загибелі всіх пагонів сорго віничного. За аналогічних умов застосування в середовище CdSO₄ було менш токсичним. Зокрема, за концентрації 10,0 мг/л життєздатність становила 90–98 %, а 15,0 мг/л – 80–95 %. І навіть за високих концентрацій (20,0–25,0 мг/л) життєздатність залишалася вищою порівняно з CdCl₂, а максимальні концентрації призводили до збереження невеликої частки життєздатних пагонів (до 6 %). Некротичні пагони почали з’являтися за концентрацій CdCl₂ від 7,5 мг/л, причому найбільший відсоток некрозів зафіксовано у рослин сорго віничного. Для CdSO₄ некротизація була менш вираженою навіть за високих концентрацій (10,0–17,5 мг/л), що свідчить про менший токсичний ефект цієї солі. За низьких концентрацій солей кадмію (1,0–5,0 мг/л) кількість новоутворених пагонів у всіх варіантах була високою. CdSO₄ сприяв більшій кількості новоутворень порівняно з CdCl₂. У варіанті з 1,0 мг/л новоутворених пагонів було від 7 до 18 шт., тоді як при концентрації 15,0 мг/л цей показник знизився до 2–10 шт.
Висновки. Для отримання життєздатних пагонів сорго у середовищах із кадмієм доцільно використовувати CdSO₄ як менш токсичну альтернативу. Найкращі результати спостерігаються за концентрацій до 10,0 мг/л, зокрема для сорго суданського та соризу. У селекційній роботі доцільно враховувати видові особливості стійкості сорго до дії важких металів, приділяючи особливу увагу сорго суданському як найбільш толерантному виду.
Посилання
Wan, Y., Liu, J., Zhuang, Z., Li, Y., Wang, H., & Zhang, C. (2024). Heavy metals in agricultural soils: Sources, influencing factors, and remediation strategies. Toxics, 12(1), Article 63. doi: 10.3390/toxics12010063
Mitra, S., Chakraborty, A. J., Tareq, A. M., Ahmed, A., Emran, T. B., & Dhama, K. (2022). Impact of heavy metals on the environment and human health: Novel therapeutic insights to counter the toxicity. Journal of King Saud University – Science, 34(3), Article 101865. doi: 10.1016/j.jksus.2022.101865
Sperdouli, I. (2022). Heavy metal toxicity effects on plants. Toxics, 10(12), Article 715. doi: 10.3390/toxics10120715
Hrynova, Y., & Kryshtop, Y. (2021). Problems of environmental pollution by heavy metals and ways to overcome them. Environmental Engineering, 1, 111–119. doi: 10.5281/zenodo.6904034
Jorjani, S., & Pehlivan Karakaş, F. (2024). Physiological and biochemical responses to heavy metals stress in plants. International Journal of Secondary Metabolite, 11(1), 169–190. doi: 10.21448/ijsm.1323494
DalCorso, G., Manara, A., & Furini, A. (2013). An overview of heavy metal challenge in plants: From roots to shoots. Metallomics, 5(9), Article 1117. doi: 10.1039/c3mt00038a
Elazab, D., Lambardi, M., & Capuana, M. (2023). In vitro culture studies for the mitigation of heavy metal stress in plants. Plants, 12(19), Article 3387. doi: 10.3390/plants12193387
Jalmi, S. K., Bhagat, P. K., Verma, D., Noryang, S., Tayyeba, S., & Singh, K. (2018). Traversing the links between heavy metal stress and plant signaling. Frontiers in Plant Science, 9. https://doi.org/10.3389/fpls.2018.00012
Bidabadi, S. S., & Jain, S. M. (2020). Cellular, molecular, and physiological aspects of in vitro plant regeneration. Plants, 9(6), Article 702. doi: 10.3390/plants9060702
Redko, V. I., Nediak, T. M., & Drahunova, O. K. (2005). The effect of cadmium salts on sugar beet plants in in vitro culture. Scientific Papers of the Institute of Sugar Beet, 8, 425–429. [In Ukrainian]
Shtapenko, O. V., Hevkan, I. I., & Slyvchuk, Y. I. (2018). Features of cytotoxic effects of cadmium chloride on cells in vitro. Animal Biology, 20(1), 123–129.
Miriuta, N. Y., Kovalchuk, S., Samokhvalov, D., & Popovych, T. (2017). Plants of Deschampsia antarctica E. Desv. with different chromosome numbers under in vitro cultivation: Probable links of three adaptability indicators among themselves and with genome size. Experimental Evolution Factors of Organisms, 20, 293–298. [In Ukrainian]
Liubchenko, I. O., Riabovol, L. O., & Liubchenko, A. I. (2016). The use of in vitro culture in adaptive plant breeding (literature review). Collection of Scientific Works of Uman National University of Horticulture, 88(1), 126–139. [In Ukrainian]
Riabovol, L. O., Liubchenko, A. I., & Yeshchenko, O. V. (2008). Selection of Cichorium intybus cell lines resistant to Ba²⁺ ions and programming their morphogenic activity. In L. T. Kovalchuk (Ed.), Principles of Productivity Formation of Agricultural Crops under Intensive Cultivation Technologies (pp. 370–374). Kyiv: UDAU. [In Ukrainian]
Gonçalves, J. F., Mazzafera, P., & Costa, A. (2009). Cadmium and mineral nutrient accumulation in potato plantlets grown under cadmium stress in two different experimental culture conditions. Plant Physiology and Biochemistry, 47(9), 814–821. doi: 10.1016/j.plaphy.2009.04.002
Olabarrieta, I., Buesa, J. A., & Burguete, T. (2001). In vitro effects of cadmium on two different animal cell models. Toxicology In Vitro, 15(4–5), 511–517. doi: 10.1016/s0887-2333(01)00056-x
Manquián-Cerda, K., Moya-León, M. A., & Pino, M.-T. (2016). Effect of cadmium on phenolic compounds, antioxidant enzyme activity and oxidative stress in blueberry (Vaccinium corymbosum L.) plantlets grown in vitro. Ecotoxicology and Environmental Safety, 133, 316–326. doi: 10.1016/j.ecoenv.2016.07.029
Wiszniewska, A., Hanus-Fajerska, E., & Ciarkowska, K. (2017). Comparative assessment of response to cadmium in heavy metal-tolerant shrubs cultured in vitro. Water, Air, & Soil Pollution, 228, 1–13. doi: 10.1007/s11270-017-3488-0
Muszyńska, E., Hanus-Fajerska, E., & Ciarkowska, K. (2018). Studies on lead and cadmium toxicity in Dianthus carthusianorum calamine ecotype cultivated in vitro. Plant Biology, 20(3), 474–482. doi: 10.1111/plb.12712
Leoni, G., Resta, L., & Fanelli, R. (2002). Influence of cadmium exposure on in vitro ovine gamete dysfunction. Reproductive Toxicology, 16(4), 371–377. doi: 10.1016/s0890-6238(02)00040-0
Chen, X., Wang, Y., & Xu, L. (2009). Effects of cadmium on osteoblasts and osteoclasts in vitro. Environmental Toxicology and Pharmacology, 28(2), 232–236. doi: 10.1016/j.etap.2009.04.010
Shekhawat, G. S., Verma, K., & Rathore, D. (2010). In vitro biochemical evaluation of cadmium tolerance mechanism in callus and seedlings of Brassica juncea. Protoplasma, 239, 31–38. doi: 10.1007/s00709-009-0079-y
Ashrafzadeh, S., & Leung, D. W. M. (2017). Novel potato plants with enhanced cadmium resistance and antioxidative defence generated after in vitro cell line selection. Plos One, 12(10), Article e0185621. doi: 10.1371/journal.pone.0185621
Soleimani, S. H., Habibi, D., & Khosrowjerdi, M. (2020). Cadmium accumulation and alkaloid production of Narcissus tazetta plants grown under in vitro condition with cadmium stress. Plant Physiology Reports, 25, 51–57. doi: 10.1007/s40502-019-00476-6
Fornazier, R. F., Ferreira, R. R., & Vitoria, A. P. (2002). Cadmium stress in sugar cane callus cultures: effect on antioxidant enzymes. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 71, 125–131. doi: 10.1023/A:1019917705111
Xu, J., Yin, H. X., & Li, X. (2009). Protective effects of proline against cadmium toxicity in micropropagated hyperaccumulator, Solanum nigrum L. Plant Cell Reports, 28, 325–333. doi: 10.1007/s00299-008-0643-5
Riabovol, L. O. (2001). Clonal micropropagation of plants: Methodical recommendations for conducting laboratory-practical classes in “Plant Biotechnology.” Uman: USAA.
Us-Camas, R., Rivera-Solís, G., Duarte-Aké, F., & De-la-Peña, C. (2014). In vitro culture: an epigenetic challenge for plants. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 118, 187–201. doi: 10.1007/s11240-014-0482-8
Voitovovska, V. I., Storozhyk, L. I., Liubych, V. V., & Tretiakova, S. O. (2019). Vegetative reproduction of sugar and grain sorghum: Methodical recommendations. Uman: Uman National University of Horticulture.
Ivchenko, T. V., Korniienko, S. I., & Kondratenko, S. I. (2013). Cellular technologies for creating initial breeding material of main vegetable plants in in vitro culture: Methodical recommendations. Kharkiv: Pleiada. [In Ukrainian]
Babak, V. P., Biletskyi, A. Ya., Prystavka, P. O., & Prystavka, O. P. (2001). Statistical data processing. Kyiv: MIVVC. [In Ukrainian]
