Фенольні сполуки сорго [Sorghum bicolor (L.) Moench] та їх алелопатична дія
DOI:
https://doi.org/10.47414/na.11.2.2023.285037Ключові слова:
фенольні сполуки, генеративні та вегетативні органи сорго, культуральні рослиниАнотація
Мета. Установити кількісний склад фітохімічних речовин вегетативних та генеративних органів сорго цукрового – гібридів з високою та середньою цукристістю ‘Sugargraze ARG’ (Аргентина), ‘Sioux’ і ‘Mohawk’ (США) та ‘Ананас’ і ‘Медовий’ (Україна) та їх алелопатичну дію.
Методи. Використовували алелопатичні, фізіолого-біохімічні, агрохімічні та статистичні методи. Уміст фітохімічних речовин у вегетативних та генеративних органах досліджуваних гібридів сорго цукрового визначали методом екстрагування.
Результати. У досліджуваних гібридів встановлена висока концентрація фенольних речовин сорго у насінні та на стадії зрілої рослини. Однак їх видоспецифічність залежить від їх кількісної складової у процесі морфогенезу вегетативних та генеративних органів сорго різного генетичного походження. Аналіз сумарного вмісту фітохімічних сполук у гібридів засвідчив зростання їхньої кількості у кінці вегетації рослин. Дослідження проведені в умовах in vitro, де спостерігали прояв фенольних сполук, які призвели до різкого прояву алелопатичного ефекту культуральних рослин сорго. Установлено, що на 7-му добу культуральні рослини активно виділяли фенольні сполуки, приріст кількісті листків та висота рослин по гібридам не змінювались і складали 3–5 штук та 1,6–2,0 см відповідно. На 14-ту добу експерименту фенольні плями значно розросталися, і у рослин з’явилось пожовтіння нижніх листків. У процесі морфогенезу рослин сорго (на 21-шу добу) більш інтенсивне виділення фенольних сполук призводило до пригнічення та сповільнення росту, і в подальшому – до загибелі клону, незалежно від генетичного походження гібридів. Фенольні композиції впливали і на формування кореневої системи культуральних рослин сорго. Відмічено значне зниження формування кількості бічних коренів і довжини кореневої системи в усіх досліджуваних гібридів.
Висновки. Найбільша кількість фенольних сполук встановлена у насінні (зерні) та стеблах досліджуваних гібридів сорго. Так, кількісна складова глікозидів та дубильних речовин становила відповідно 34–39 % та 5,5–6,9 % у насінні і 25–29 % та 0,3–1,4 % у стеблах досліджуваних гібридів. Гідроксикоричних кислот найбільше (від 7 до 14 %) виявлено у листках гібридів сорго. Фенольні композиції в умовах in vitro створюють стрес, за якого уповільнюється ріст і розвиток культуральних рослин, а в подальшому призводить до загибелі клонів.
Посилання
Shitan, N. (2016). Secondary Metabolites in Plants: Transport and Self-Tolerance Mechanisms. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry, 80(7), 1283–1293. doi: 10.1080/09168451.2016.1151344
Alsaadawi, I. S., & Dayan, F. E. (2009). Potentials and prospects of sorghum allelopathy in agroecosystems. Allelopathy Journal, 24(2), 255–270.
Мarchiosi, R., dos Santos, W. D., Constantin, R. P., de Lima, R. B., Soare, A. R, Mota, T. R, ... Filho, O. F. (2020). Biosynthesis and metabolic actions of simple phenolic acids in plants. Phytochemistry Reviews, 19(4), 865–906. doi: 10.1007/s11101-020-09689-2
Likhanov, A. F., Sereda, O. V., Klyachenko, O. L., & Melnychuk, M. D. (2018). Influence of oxycoric and oxybenzoic acid on synthesis of plastid pigments and phenolic compounds in the leaves of common grape vine (Vitis vinifera) in vitro. Plant Physiology and Genetics, 50(4), 331–343. doi: 10.15407/frg2018.04.331 [In Ukrainian]
Likhanov, A. F., Miroshnyk, N. V., Shevchuk, M. O., Dubchak, M. Yu., & Mazura, M. Yu. (2020). Layer variability of morphometric and phytochemical signs of Betula pendula Roth. Scientific Reports of the National University of Life and Environmental Sciences of Ukraine, 4, 1–13. doi: 10.31548/dopovidi2020.04.016 [In Ukrainian]
John, J., & Sarada, S. (2012). Role of phenolics in allelopathic interactions. Allelopathy Journal, 29(2), 215–229.
Tak, Y., & Kumar, M. (2020). Phenolics: A key defence secondary metabolite to counter biotic stress. In R. Lone, R. Shuab, & A. Kamili (Eds.), Plant Phenolics in Sustainable Agriculture (pp. 309–329). Singapore: Springer. doi: 10.1007/978-981-15-4890-1_13
Grana, E., Costas-Gil, A., Longueira, S., & Celeiro, M. (2017). Auxin-like effects of the natural coumarin scopoletin on Arabidopsis cell structure and morphology. Journal of Plant Physiology, 218, 45–55. doi: 10.1016/j.jplph.2017.07.007
Mattson, W. J., Julkunen-Tiitto, R., & Herms, D. A. (2005). CO2 enrichment and carbon partitioning to phenolics: do plant responses accord better with the protein competition or the growth-differentiation balance models. Oikos, 111(2), 337–347. doi: 10.1111/j.0030-1299.2005.13634.x
Zaimenko, N. V., Pavliuchenko, N. A., Ellanska, N. E., & Kharytonova, I. P. (2014). Influence of drought on allelopathic, biochemical and microbiological properties of plants-soil-microorganisms system. The Journal of V. N. Karazin Kharkiv National University. Series: Biology, 20, 1–9 [In Ukrainian]
Pizzi, A., & Cameron, F. A. (1986). Flavonoid tannins – structural wood components for droughtresistance mechanisms of plants. Wood Science and Technology, 20(2), 119–124. doi: 10.1007/BF00351023
Hättenschwiler, S., & Vitousek, P. M. (2000). The Role of Polyphenols in Terrestrial Ecosystem Nutrient Cycling. Trends in Ecology & Evolution, 15(6), 238–242. doi: 10.1016/S0169-5347(00)01861-9
Hu, L. F., Robert, C. A. M., Cadot, S., Zhang, Xi., Manzo, D., Chervet, N., … Erb, M. (2018). Root exudate metabolites drive plant-soil feedbacks on growth and defense by shaping the rhizosphere microbiota. Nature Communications, 9(1), Article 2738. doi: 10.1038/s41467-018-05122-7
Mierziak, J., Kostyn, K., & Kulma, A. (2014). Flavonoids as important molecules of plant interactions with the environment. Molecules, 19(10), 16240–16265. doi: 10.3390/molecules191016240
Kumar, S., & Pandey, A. K. (2013). Chemistry and biological activities of flavonoids: An overview. The Scientific World Journal, 2013, Article 162750. doi: 10.1155/2013/162750
She, D., Xu, F., Geng, Z., & Sun, R. (2010). Physicochemical characterization of extracted lignin from sweet sorghum stem. Industrial Crops and Products, 32(1), 21–28. doi: 10.1016/j.indcrop.2010.02.008
Charles, S. B., Imin, N., & Djordjevic, M. A. (2010). Flavonoids: new roles for old molecules. Journal of Integrative Plant Biology, 52(1), 98–111. doi: 10.1111/j.1744-7909.2010.00905.x
Storozhyk, L. I., Voitovska, V. I., Tereshchenko, I. S., & Zavhorodnia, S. V. (2022). Biochemical composition and allelopathic properties of sweet sorghum seeds [Sorghum bicolor (L.) Moench]. Plant Varieties Studying and Protection, 18(1), 66–74. doi: 10.21498/2518-1017.18.1.2022.257589 [In Ukrainian]
Ahmed, S. I., Hayat, M. Q., Tahir, M., Mansoor, Q., Ismail, M., Keck, K., & Bates, R. B. (2016). Pharmacologically active flavonoids from the anticancer, antioxidant and antimicrobial extracts of Cassia angustifolia Vahl. BMC Complementary and Alternative Medicine, 16(1), Article 460. doi: 10.1186/s12906-016-1443-z
Rao, S., Santhakumar, A. B., Chinkwo, K. A., Wu, G., Johnson, S. K., & Blanchard, C. L. (2018). Characterization of Phenolic Compounds and Antioxidant Activity in Sorghum Grains. Journal of Cereal Science, 84, 103–111. doi: 10.1016/j.jcs.2018.07.013
Charles, S. B., Imin, N., & Djordjevic, M. A. (2010). Flavonoids: new roles for old molecules. Journal of Integrative Plant Biology, 52(1), 98–111. doi: 10.1111/j.1744-7909.2010.00905.x
Storozhyk, L., Mykolayko, V., & Mykolayko, I. (2019). Allelopathic potential of sugar sorghum (Sorghum bicolor (L.) Moench) seeds. The Journal of Microbiology, Biotechnology and Food Sciences, 9(1), 93–98. doi: 10.15414/jmbfs.2019.9.1.93-98 [In Ukrainian]
Stefoska-Needham, A., Beck E. J., Johnson, S. K., & Tapsell, L. C. (2015). Sorghum: an underutilized cereal whole grain with the potential to assist in the prevention of chronic disease. Food Reviews International, 31(4), 401–437. doi: 10.1080/87559129.2015.1022832
Dykes, L., Peterson, G. C., Rooney, W. L., & Rooney, L. W. (2011). Flavonoid composition of lemon-yellow sorghum genotypes. Food Chemistry, 128(1), 173–179. doi: 10.1016/j.foodchem.2011.03.020
Wu, G., Johnson, S. K., Bornman, J. F., & Bennett, S. J. (2016). Growth temperature and genotype both play important roles in sorghum grain phenolic composition. Scientific Reports, 6, Article 21835. doi: 10.1038/srep21835
Grodzinskiy, A. M., Horobets S. A., & Krupa L. I. (1998). Guidelines for the Application of Biochemical Methods in Allelopathic Soil Studies. Kyiv: N. p. [In Ukrainian]
Tkachyk, S. O., Leshchuk, N. V., & Prysiazhniuk, О. І. (Compl.). (2016). Methodology for the qualification examination of plant varieties for suitability for distribution in Ukrainian (4th ed., rev. & enl.). Vinnytsia: Nilan-LTD. [In Ukrainian]
Ingle, K. P., Deshmukh, A. G., Padole, D. A., Dudhare, M. S., Moharil, M. P., & Khelurkar, V. C. (2017). Phytochemicals: Extraction methods, identification and detection of bioactive compounds from plant extracts. Journal of Pharmacognosy and Phytochemistry, 6(1), 32–36. Retrieved from https://www.phytojournal.com/archives/2017/vol6issue1/PartA/6-1-23-924.pdf
Storozhyk, L. I., Voitovska, V. I., & Tereshchenko I. S. (2021). Determination of the action of allelopathic active substances of plants and post-harvest residues of sugar sorghum in agrophytocenoses of agricultural crops. Uman: Vizavi. [In Ukrainian]
Luo, X., Cui, J., Zhang, H., & Duan, Y. (2018). Ultrasound Assisted Extraction of Polyphenolic Compounds from Red Sorghum (Sorghum bicolor L.) Bran and Their Biological Activities and Polyphenolic Compositions. Industrial Crops and Products, 112, 296–304. doi: 10.1016/j.indcrop.2017.12.019
Barros, F., Dykes, L., Awika, J. M., & Rooney, L. W. (2013). Accelerated Solvent Extraction of Phenolic Compounds from Sorghum Brans. Journal of Cereal Science, 58, 305–312. doi: 10.1016/j.jcs.2013.05.011
Luo, X., Cui, J., Zhang, H., & Duan, Y. (2018). Subcritical Water Extraction of Polyphenolic Compounds from Sorghum (Sorghum bicolor L.) Bran and Their Biological Activities. Food Chemistry, 262, 14–20. doi: 10.1016/j.foodchem.2018.04.073
Demeshko, O. V., & Komisarenko, A. M. (2005). The dynamics of accumulation of the amount of polyphenolic substances in the leaves of white acacia. Fìtoterapìâ, 4, 63–65 [In Ukrainian]
Makarenko, O. A., & Levitsky, A. P. (2013). Physiological Functions of Flavonoids in Plants. Physiology and Biochemistry of Cultivated Plants, 45(2), 100–112. [In Ukrainian]
State Pharmacopoeia of Ukraine (1th ed., 2nd enl). (2008). Kharkiv: RIREG. [In Ukrainian]
Herrman, D. A., Brantsen, J. F., Ravisankar, S., & Lee, K. (2020). Stability of 3-deoxyanthocynin pigement structure relative to anthocyanins from grains under microwave assisted extraction. Food Chemistry, 333, Article 127494. doi: 10.1016/j.foodchem.2020.127494
Dicko, M. H., Gruppen, H., Traoré, A. S., Voragen, A. G. J., & van Berkel, W. J. H. (2006). Phenolic compounds and related enzymes as determinants of sorghum for food use. Biotechnology and Molecular Biology Review, 1(1), 21–38. Retrieved from https://academicjournals.org/journal/BMBR/article-full-text-pdf/35754E940209
Yuan, Y., Xiang, J., Zheng, B., Sun, J., Luo, D., Li, P., & Fan, J. (2022). Diversity of phenolics including hydroxycinnamic acid amide derivatives, phenolic acids contribute to antioxidant properties of proso millet. LWT – Food Science and Technology, 154, Article 112611. doi: 10.1016/j.lwt.2021.112611
Luo, X., Cui, J., Zhang, H., & Duan, Y. (2018). Subcritical Water Extraction of Polyphenolic Compounds from Sorghum (Sorghum bicolor L.) Bran and Their Biological Activities. Food Chemistry, 262, 14–20. doi: 10.1016/j.foodchem.2018.04.073
Karpova, I., Lylo, V., Macewicz, L., Kotsarenko, K., Palchykovska, L., Ruban, T. O., & Lukash, L. (2015). Lectins of Sambucus nigra as biologically active and DNA–protective substances. Acta Horticulturae, 1061, 93–102. doi: 10.17660/ActaHortic.2015.1061.9
Inderjit, & Weiner, J. (2001). Plant allelochemical interference or soil chemical ecology? Perspectives in Plant Ecology Evolution and Systematics, 4, 3–12. doi: 10.1078/1433-8319-00011
Voitovska, V. I., Storozhyk, L. I., Nediak, T. M., Prysiazhniuk, О. І., & Kovalchuk, N. S. (2016). Determination of resistance of plants to the action of allelopathically active substances of sugar sorghum: methodical recommendations. Kyiv: Nilan-LTD. [In Ukrainian]
Shah, U., Shah, R., Acharya, S., & Acharya, N. (2013). Novel anticancer agents from plant sources. Chinese Journal of Natural Medicines, 11(1), 16–23. doi: 10.3724/SP.J.1009.2013.00016
Cragg, G. M., & Newman, D. J. (2005). Plants as a source of anti-cancer agents. Journal Ethnopharmacol, 100(1–2), 72–79. doi: 10.1016/j.jep.2005.05.011
Valko, M., Rhodes, C. J., Moncol, J., Izakovic, M., & Mazur, M. (2006). Free radicals, metals and antioxidants in oxidative stress-induced cancer. Chemico-Biological Interactions, 160(1), 1–40. doi: 10.1016/j.cbi.2005.12.009
Brusselmans, K., De Schrijver, E., Heyns, W., Verhoeven, G., & Swinnen, J. V. (2003). Epigallocatechin-3-gallate is a potent natural inhibitor of fatty acid synthase in intact cells and selectively induces apoptosis in prostate cancer cells. International Journal of Cancer, 106(6), 856–862. doi: 10.1002/ijc.11317
Tungmunnithum, D., Thongboonyou, A., Pholboon, A., & Yangsabai, A. (2018). Flavonoids and Other Phenolic Compounds from Medicinal Plants for Pharmaceutical and Medical Aspects: An Overview. Medicines, 5(3), Article 93. doi: 10.3390/medicines5030093
Oki, T., Masuda, M., Furuta, S., Nishiba, Y., Terahara, N., & Suda, I. (2002). Involvement of anthocyanins and other phenolic compounds in radical scavenging activity of purple-fleshed sweet potato cultivars. Journal of Food Science, 67(5), 1752–1756. doi: 10.1111/j.1365-2621.2002.tb08718.x
Danciu, C., Vlaia, L., Fetea, F., Hancianu, M., Coricovac, D., Soica, C., … Trandafirescu, C. (2015). Evaluation of phenolic profile, antioxidant and anticancer potential of two main representants of Zingiberaceae family against B164A5 murine melanoma cells. Biological Research, 48. Article 1. doi: 10.1186/0717-6287-48-1
