Індукція калюсогенезу соризу в культурі in vitro
DOI:
https://doi.org/10.47414/na.11.1.2023.276731Ключові слова:
Sorghum orysoidum, експланти, 2,4-Д, БАП, концентраціїАнотація
Мета. Дібрати склад поживного середовища та експланти для індукування калюсогенезу соризу in vitro.
Методи. Об’єктами досліджень слугували 10 сортів соризу: ‘Геліос’, ‘Салют’, ‘Титан’, ‘Меркурій’, ‘Одеський 302’, ‘Європа’, ‘Кварц’, ‘Самаран 6’, ‘Октан’, ‘Факел’. Для індукції калюсогенезу були обрані експланти, які вирощували в культурі in vitro – листки пагонів та апікальні ділянки кореня. Використовували тверді поживні середовища з агар-агаром у кількості 7–8 г/л за прописами Мурасіге – Скуга (MS), Шенка – Хильдебранта (SH) та Гамборга – Евелега (В5). Для ініціації калюсогенезу в середовище додатково вводили 2,4‑дихлорфеноксиоцтову кислоту (2,4-Д) та 6-бензиламінопурин (БАП) у концентраціях від 0,2 до 2,0 мг/л.
Результати. На всіх типах поживних середовищ найоптимальнішими щодо індукції калюсогенезу соризу були концентрації 2,4‑Д 0,4 та 0,6 %. За таких концентрацій на поживному середовищі MS було отримано 17 і 20 % калюсу із листових пластинок та 24 і 30 % із апікальних ділянок кореня. Нижчі показники відзначено за використання поживного середовища SH: 15 і 18 % у листків та 20 і 27 % у коренів. Найменший відсоток індукції на середовищі B5 – 13 і 16 % та 18 і 25 % за видами експлантів відповідно. Збільшення концентрації 2,4-Д до 0,8 мг/л зумовлювало зниження індукції калюсних мас порівняно із додаванням у середовища 0,4 мг/л: листкові пластинки – від 12 до 15 %, корені – від 15 до 22 %. Зокрема, за досліджуваних концентрацій (1,0–1,6 мг/л) на середовищі MS калюс було отримано у 9–12 % у листкових експлантів та 11–17 % у кореневих. Аналізуючи дані, доцільно відзначити перевагу живильного середовища MS, за використання якого у сортів було отримано від 18 до 28 % частоти калюсогенезу із листових пластинок. Найнижчий відсоток індукції було встановлено в разі застосування середовища B5: ‘Самаран 6’ – 21 %, ‘Європа’ – 20 %, ‘Кварц’ – 18 %, ‘Титан’ – 17 і ‘Меркурій’ – 16 %. Найнижчий відсоток було у сортів ‘Одеський 302’ і ‘Геліос’ – 14 %, ‘Октан’ – 13 % і ‘Салют’ 11 %.
Висновки. Незалежно від концентрації 2,4-Д у поживному середовищі на безгормональній основі, інтенсивніше індукція калюсогенезу відбувалась у корінців порівняно із листками. За концентрації 0,2 мг/л в усіх досліджуваних поживних середовищах калюсоутворення становило від 5 до 10 % у листків, а в апікальних ділянок кореня – від 10 до 14 %. Серед досліджуваних сортів значну перевагу було відзначено в сорту ‘Факел’, у якого на різних середовищах індукція калюсу була на рівні 22–37 %. На досліджуваному середовищі MS найвищі показники калюсогенезу мали сорти ‘Самаран 6’, ‘Європа’ і ‘Титан’ (31–35 %), а найменші – ‘Салют’, ‘Кварц’ та ‘Геліос’ (21–24 %).
Посилання
Fedorovych, Н. T. (2011). Soryz – a culture of high potential in the arid conditions of the Steppe of Ukraine. Scientific works [of the Petro Mohyla Black Sea State University of the Kyiv-Mohyla Academy complex]. Series: Ecology, 150(138), 43–46. [In Ukrainian]
Kobernyuk, E. (2011). Productivity and economic effectiveness soriz growing in condition south-western forest-steppe of Ukraine. Agrobiology, 5, 20–23. [In Ukrainian]
Makarov, L. Kh. (2006). Sorghum crops. Kherson: Ailant. [In Ukrainian]
Kyriienko, A. V., Parii, M. F., Symonenko, Yu. V., Kuchuk, M. V., & Shcherbak, N. L. (2019). Callus induction from shoot apical meristem in Triticum spelta L. and T. aestivum L. Factors in Experimental Evolution of Organisms, 25, 237–242. doi: 10.7124/feeo.v25.1169
Galiba, G., Kovacs, G., & Sutka, J. (1986). Substitution Analysis of Plant Regeneration from Callus Culture in Wheat. Plant Breeding, 97(3), 261–263. doi: 10.1111/j.1439-0523.1986.tb01062.x
Haliloglu, K. (2006). Efficient regeneration system from wheat leaf base segments. Biologia Plantarum, 50(3), 326–330. doi: 10.1007/s10535-006-0045-x
Bavol, A. V., Dubrovna, O. V., & Lyalko I. I. (2007). Peculiarities of morphogenesis processes in the culture of leaf explants of winter wheat. Achievements and problems of genetics, breeding and biotechnology, 2, 444–448. [In Ukrainian]
Satyavathi, V. V., Jauhar, P. P., Elias, E. M., & Rao, M. B. (2004). Effects of Growth Regulators on In Vitro Plant Regeneration in Durum Wheat. Crop Science, 44(5), 1839–1846. doi: 10.2135/cropsci2004.1839
Zadorozhna, O. A., Yushkina, L. L., & Sokol, T. V. (2007). Callusogenesis of grain and vegetable pea under the biotic stress conditions. The Journal of V. N. Karazin Kharkiv National University. Series: Biology, 6, 177–181. [In Ukrainian]
Brovko, O., Kyriata, V., & Rogach, V. (2016). The influence of synthetic growth regulators 1-NAA and 6-BAP on the morphogenesis and the productivity of sweet pepper. Bulletin of Lviv National Agrarian University. Agronomy, 6, 177–181. [In Ukrainian]
Pylypchuk, T. I., & Mitrofanova, I. V. (2014). Study of the effect of BAP cytokinin on the growth and development of explants of some varieties of the garden group of miniature roses in vitro. Scientific Herald of NULES of Ukraine. Series: Biology, Biotechnology, Ecology, 204, 136–142. [In Ukrainian]
Petrina, R. O., Konechna, R. T., Pobigushka, O. R., & Matviykiv, S. O. (2013). Introduction to in vitro culture of the stemless weed. Bulletin of the Lviv Polytechnic National University. Chemistry, technology and application of substances, 761, 169–172. [In Ukrainian]
Pykalo, S. (2018). Calli formation and plant regeneration of winter triticale in shoot apical meristem culture. Visnyk of the Lviv University. Series Biology, 69, 20–26. [In Ukrainian]
Kravets, N. B., Tulaidan, N. V., Mosula, M. Z., & Drobyk, N. M. (2018). Microclonal reproduction and callusogenesis of some species of the genus Carlina L. Factors in Experimental Evolution of Organisms, 22, 274–281. [In Ukrainian]
Panteleimin, M. I., Mosula, M. Z., & Drobyk, N. M. (2018). Comparative characteristics of callus induction and proliferation of Gentiana asclepiadea L. and Gentiana verna L. In Ternopil biological readings – Ternopil Bioscience – 2018: materials of the All-Ukrainian Scientific and Practical conference dedicated to the 20th anniversary of the foundation of the Golytsky biostationary Ternopil Volodymyr Hnatiuk National Pedagogical University (pp. 164–167). Ternopil: Vector. [In Ukrainian]
Potrokhov, A., & Ovcharenko, O. (2018). Cultivation in vitro and plant regeneration of Xanthium strumarium L. Ternopil biological readings – Ternopil Bioscience – 2018: materials of the All-Ukrainian Scientific and Practical conference dedicated to the 20th anniversary of the foundation of the Golytsky biostationary Ternopil Volodymyr Hnatiuk National Pedagogical University (pp. 167–169). Ternopil: Vector. [In Ukrainian]
Voitovska, V. I., Storozhyk, L. I., Liubych, V. V., & Tretiakova, S. O. (2019). Vegetative reproduction of sugar and grain sorghum. Uman: N.p. [In Ukrainian]
Andreieva, V. V., Bortnik, T. P., Rybak, Y. L., & Shepeliuk, M. O. (2022). Biotechnology: methodological recommendations for performing laboratory work. Lutsk: N.p. [In Ukrainian]
Ivchenko, T. V., Kornienko, S. I., & Vitsenia, T. I. (2013). Cellular technologies for creating the initial breeding material of the main vegetable plants in vitro culture. Kharkiv: Pleiada. [In Ukrainian]
Melnychuk, M. D., Kliuvadenko, A. A., Likhanov, A. F., Silaeva, A. M., & Spirochkina, M. M. (2014). Biotechnology of obtaining high-quality planting material of strawberry (Fragaria ananassa Duch.). Kyiv: N.p. [In Ukrainian]
Roik, M. V., Kurylo, V. L., & Voitovska, V. I. (2013). Clonal micropropagation of miscanthus. Kyiv: N.p. [In Ukrainian]
