Життєздатність експлантів різних культиварів рододендрону залежно від виду агента стерилізації
DOI:
https://doi.org/10.47414/na.9.2021.256133Ключові слова:
рододендрон, насіння, проростки, вегетативне розмноження, стерильний агент, асептична культураАнотація
Мета. Встановити життєздатність експлантів різних культиварів рододендрону залежно від виду агента стерилізації.
Методи. Біотехнологічні, лабораторні, аналітичні, статистичні.
Результати. Встановлено, що вихід експлантів істотно змінювався залежно від культивару, агента стерилізації і джерела експланту. Так, найвищий вихід експлантів із насіння рододендрону забезпечувало використання агента стерилізації білизни і брадофену – 50–85 %. Слід відзначити, що вихід асептичних експлантів отримано з насіння культиварів ‘Cunningham`s White’, ‘Shamrock’ і ‘Якушиманский’ – 81–83 %. Достовірно нижчий їх вихід був за використання антисептика Аноліта – 5–15 % залежно від культивару. За використання решти антисептиків цей показник знаходився в межах 31–69 %. Вихід асептичних експлантів з проростків рододендрону був вищим порівняно з насінням, проте тенденція впливу агента антисептика була подібною. Слід відзначити, що за використання антисептиків Білизна і Брадофен забезпечувало вихід асептичних експлантів у межах від 72 до 96 %. За використання антисептика аноліта з насіння рододендрону отримано найвищий вміст інфікованих експлантів – 80–94 %, асептичних – 5–15 і пророслих – 1–5 % залежно від культивару. Вихід асептичних експлантів із проростків рододендрону був у 1,3–2,0 рази вищим порівняно з насінням. Вихід інфікованих проростків був нижчим, а пророслих – 15–30 %.
Висновки. Встановлено, що застосування антисептиків Білизна та Брадофен забезпечують найвищий вихід асептичних експлантів з насіння і проростків. Вихід їх найвищий за використання проростків порівняно з насінням. За використання насіння найвищий вихід асептичних експлантів отримано з культиварів ‘Balalaika’, ‘Shamrock’ і ‘Якушиманский’ – 80–83 %. За використання проростків цей показник найвищий у культиварів ‘Grandiflorum’, ‘Cunningham`s White’, ‘Balalaika’, ‘Shamrock’ і ‘Якушиманский’ – 85–95 %.
Посилання
Baranova, T. V. (2012). Rhododendrons. Features of ecology, reproduction, cultivation. Saarbrücken: LAP Lambert Academic Publishing. [in Russian]
Robert, N., & Trigiano, D. J. (2016). Gray plant tissue culture, development, and biotechnology. CRS Press.
Filipenya, V. L., Gorbatsevich, V. I., & Antipova, T. V. (2009). Microclonal reproduction of Rhododendron × hybridumhort. Physiology and biochemistry of cultivated plants, 41, 516–522. [in Russian]
Egorova, N. A. (2014). Some aspects of biotechnology of essential oil plants: induction of callus and morphogenesis, use of somaclonal variability. Plant Physiology and Genetics, 46(2), 108–120. [in Russian]
Marco-Medina, A., & Casas, J. L. (2015). In vitro multiplication and essential oil composition of Thymus moroderi Pau ex Martinez, an endemic Spanish plant. Plant Cell Tiss Organ Cult, 120, 99–108.
Nordine, A., & Meskaoui, A. (2014). Rapid in vitro regeneration and clonal multiplication of Thymus bleicherianus Pomel, a rare and threatened medicinal and aromatic plant in Morocco. Med. Aromat. Plants, 3(1), 145.
Mendes, M. L. (2014). Molecular and biotechnological approaches to essential oils production in Thymus caespititiusespecialmente elaborada para aobtenção do grau de doutorem. Biologia, naespecialidade de Biotecnologia, 140 p.
Alcowni, R., Solyman, E., & Qauod, Abu H. (2017). Introducing some of threatened Thymus species to in vitro tissue culturing as an approach for their conservation. Pak. J. Bot., 49(1), 259–264.
Bakhtiar, Z., Mirjalili, M. H., Sonboli, A. (2016). In vitro callus induction and micropropagation of Thymus persicus (Lamiaceae), an endangered medicinal plant. Crop Breeding and Applied Biotechnology, 16, 48–54.
Sharma, C., Kaur, M., Kaur, A., & Gosal, S. S. (2012). In vitro plant regeneration studies in three indica rice varieties. Int. J. Agric. Environ. Biotechnol., 5(4), 309–313.
Us-Camas, R., Rivera-Solís, G., & Duarte-Aké, F. (2014). In vitro culture: an epigenetic challenge for plants. Plant Cell Tiss. Organ. Cult., 118, 187–201. doi: 10.1007/s11240-014-0482-8
Eeckhaut, T., Janssens, K., Keyser, E., & Riek, J. (2010). Micropropagation of Rhododendron. In Protocols for in vitro propagation of ornamental plants: Methods in molecular biology (pp. 141–152). New York: Humana Press. doi: 10.1007/978-1-60327-114-1_14.
Voitovska, V. I., Ukrainets, O. A., Osipov, M. Yu., & Maslovata, S. A. (2020). Features of sterilization of various explants of rhododendrons (Rhododendron L.) and their introduction in vitro. Advanced Agritechnologies, 8. doi: 10.21498/na.8.2020.231231 [in Ukrainian]
Roik, M. V., Nediak, T. M., Voitovska, V. I., Redko, V. I., & Prysiazhniuk, O. I. (2012). Methodical recommendations on creation, stabilization and reproduction of tetraploid forms of sugar beet with use of methods of biotechnology. Kyiv: PolygraphConsulting LLC. [in Ukrainian]
Ermantraut, E. R., Prysiazhniuk, O. I., & Shevchenko, I. L. (2007). Statistical analysis of agronomic research data in the package Statistica 6.0. Kyiv: PoligrafConsulting LLC. [in Ukrainian]
