DOI: https://doi.org/10.47414/na.7.2019.204784

Калусоутворення сорго цукрового (Sorghum saccharatum) залежно від виду і розміру експланту та рівня плоїдності

L. I. Storozhyk, V. I. Voitovska, L. V. Vyshnevska, L. M. Kononenko

Анотація


Мета. Дослідити частоту калусоутворення різного вихідного матеріалу сорго цукрового залежно від виду і розміру експланту та рівня плоїдності.

Методи. Біотехнологічні, лабораторний, польовий, аналітичний, статистичний.

Результати. У диплоїдних форм сорго цукрового в умовах in vitro калусоутворення з піхв встановлено на рівні 11,7 %, нижчий відсоток 9,8 та 9,6 % відповідно виявлено у адаптованих в ґрунтових сумішках і польових рослинах сорго. У триплоїдних форм спостерігали таку ж закономірність: 13,6 % відповідно до 12,5 та 12,3 %. Тетраплоїдні форми сорго цукрового мали найвищий відсоток калусоутворення порівняно із диплоїдними та триплоїдними – 16,6 % та 15,8 і 15,5 % відповідно. Тобто, вищезазначена закономірність прослідковується в усіх рослин сорго не залежно від умов вирощування. Незалежно від плоїдності вихідного матеріалу сорго цукрового та заданого розміру експланту (3–5,0 мм; 5,0–8,0; більше 8,0 мм) листових пластинок та піхв відмічено низький рівень калусогенезу – від 1,9 до 5,3 %. За цих розмірів у диплоїдних форм калусоутворення становило у культуральних рослин лише 4,0 %, у адаптованих у ґрунтових сумішках – 3,3 %, у рослин, вирощених у польових умовах, – 3,1%. У триплоїдних формах перерахованого вище вихідного матеріалу показники калусогенезу становили – 3,0, 3,3 і 3,9 % відповідно. Встановлено незначне збільшення калусоутворення у тетраплоїдних вихідних матеріалів – від 5,3 до 4,2 %. Тип експланту піхви забезпечував незалежно від плоїдності матеріалу утворення 4,5 шт., а листові пластинки – 17,9 шт. регенераційних експлантів. Однак, враховуючи плоїдність матеріалу, виявлено, що у диплоїдних формах кількість регенераційних експлантів з листових пластин у культуральних рослин досягала 11 шт., адаптованих у ґрунтових сумішах – 8 шт., вирощених у польових умовах – 7 шт., у триплоїдних формах відповідно 21 шт., 17 і 15 шт. Тетраплоїдні форми сорго цукрового дозволяли отримати 31 шт., 27 і 24 шт. регенераційних експлантів залежно від типу вихідного матеріалу. Частота утворення калусогенезу залежно від рівня плоїдності вихідного матеріалу дозволяє зазначити, що найвищий відсоток встановлено у тетраплоїдних форм сорго цукрового. Рослини в умовах in vitro диплоїдної форми мали частоту калусогенезу з листових пластинок на рівні 34,1±7,1 %, триплоїдні – 54,1±7,2 %, тетраплоїдні – 62,4±5,7%. Матеріал сорго цукрового, вирощений в умовах invitro та адаптований в ґрунтових сумішках, мав частоту 28,1±4,6 %, триплоїдні форми – 35,8±4,2 %, тетраплоїдні – 51,3±6,1 %. У рослин, вирощених у польових умовах, встановлено найнижчу частоту калусоутворення, яка у диплоїдних форм становила 24,3±2,1 %, триплоїдних – 33,1±2,4 %, тетраплоїдних – 48,7±3,4 %. Частота калусоутворення у піхв сорго цукрового мала таку ж саму закономірність, як і у листових пластинок.

Висновки. На індукцію і частоту калусогенезу сорго цукрового впливали вид і розмір експлантів та рівень плоїдності вихідного матеріалу. Встановлено, що генотипові особливості впливають на утворення калусних структур. У диплоїдних форм відмічено найнижчий відсоток індукції калусу, а найвищий – у тетраплоїдних форм. Ця закономірність прослідковується в усіх рослин сорго незалежно від умов вирощування. Рівень плоїдності та вихідний матеріал впливають на регенераційну здатність сорго цукрового. Вплив різних розмірів експлантів сорго цукрового на калусоутворення сорго дозволяє стверджувати, що найдоцільнішим є використання розміру пластинок 5,0–8,0 мм як для піхв, так і для листків. Калусоутворення у сорго цукрового залежно від розмірів найінтенсивніше відбувалось у поліплоїдних форм порівняно із диплоїдними. Дослідження вказують, що використання експлантів сорго цукрового розміру більше за 8,0 мм є не доцільним. Частота утворення калусогенезу залежно від рівня плоїдності вихідного матеріалу дозволяє зазначити, що найвищий відсоток встановлено у тетраплоїдних форм сорго цукрового.


Ключові слова


калус; вихідний матеріал; піхви; листки; умови in vitro

Повний текст:

PDF

Посилання


Storozhyk L. I. Agrobiological bases of formation of agrophytocenoses of sugar sorghum as bioenergy culture in the Steppe and Forest-Steppe of Ukraine: Monograph. Vinnytsia: WORKS. 2018 - 263 p.

Rao P. S., Prakasham R. S., Rao P. P., Chopra S. Sorghum as a sustainable feedstock for biofuels. In: Jose S, Bhaskar T (eds) Biomass and biofuels. CRC Press Taylor & Francis Group, Boca Raton, 2015. pp 2–48.

British Petroleum. BP statistical review of world energy 2016. In: Statistical review of world energy, vol. 65 ed. 2016. London: BP P.L.C.

Mathur, S., Umakanth, A.V., Tonapi, V.A. et al. Sweet sorghum as biofuel feedstock: recent advances and available resources. Biotechnol Biofuels 10, 146 (2017). https://doi.org/10.1186/s13068-017-0834-9

BishunDeo Prasad, SangitaSahni, Prasant Kumar, MohammedWasim Siddiqui: Plant Biotechnology: Principles, Techniques, and Applications. CRC Press. 2017. 562 p

Pykalo S. V., Prokopik N. I., Yurchenko T. V. Morphogenesis of spring wheat F2 hybrids in the culture of apical shoot meristem. Biotechnology - an innovative way of plant breeding development: abstracts International. of sciences. Conf. (Odessa, October 8-10, 2018). Odessa: Astroprint. 2018, pp. 37–38. 16.

Sharma, C., Kaur, M., Kaur, A. and Gosal, S.S. In vitro plant regeneration studies in three indica rice varieties. International Journal of Agriculture and Environmental Biotechnology. 2012. 5(4), 309-313.

Ahmadabadi M., Ruf S., Bock R. A leaf-based regeneration and transformation system for maize (Zea mays L.). Transgenic Research. 2007. V. 16. №4. P. 437-448.

Bishimbaev N. K. Cytophysiological fundamentals of biotechnology of long-term plant regeneration in the culture of grain cereal tissues / Abstract of dissertation for the degree of Doctor of Biological Sciences. Almaty, 2007. 38 p.

Loque D, Scheller HV, Pauly M. Engineering of plant cell walls for enhanced biofuel production. CurrOpin Plant Biol. 2015. 25:151–61.

Dreger, M., Mól, R., Deja, A. et al. Improved plant regeneration in callus cultures of Sorghum bicolor (L.) Moench. In Vitro Cell.Dev.Biol.-Plant 55, 190–198 2019. https://doi.org/10.1007/s11627-019-09963-9

Pykalo S. V. Callusogenesis and regeneration of winter triticale plants in the culture of apical shoot meristem. Visn. Lviv. un-tu. Avg. biol. 2015. Vol. 69. P. 20–26.

Ramulifho, E.; Goche, T.; Van As, J.; Tsilo, T.J.; Chivasa, S.; Ngara, R. Establishment and Characterization of Callus and Cell Suspension Cultures of Selected Sorghum bicolor (L.) Moench Varieties: A Resource for Gene Discovery in Plant Stress Biology. Agronomy 2019. 9, 218.

Rasha Adam Omer, Pauline Asami and Josephine Birungi. Callus Induction and Plant Regeneration from Immature Embryos of Sweet Sorghum (Sorghum bicolor Moench). Biotechnology. 2018. 17: 12-18.

Олійник О. О. Indirect morphogenesis and regenerative capacity of essential oil tissues of the Rose Oil Scientific Bulletin of the NLTU of Ukraine, 2017, Vol. 27, No 1. P. 69-72.

Liu G, Gilding EK, Godwin ID (2015) A robust tissue culture system for sorghum [Sorghum bicolor (L.) Moench]. S Afr J Bot 98:157–160

Sinha S, Kumaravadivel N. Understanding genetic diversity of sorghum using quantitative traits. Scientifica (Cairo). 2016:3075023.

Shakoor N, Nair R, Crasta O, Morris G, Feltus A, Kresovich S. A Sorghum bicolorexpression atlas reveals dynamic genotype-specific expression profiles for vegetative tissues of grain, sweet and bioenergy sorghums. BMC Plant Biol. 2014;14(35):1–14.

Riabovol L. O. Clonal micropropagation of plants. Methodical recommendations for laboratory-practical classes on "Plant biotechnology". Uman: UDAA, 2001. 16 p.

Cardoza V. Tissue culture: The manipulation of plant development / Vinitha Cardoza // Plant biotechnology and genetics: Principles, techniques, and applications. [Ed. C. Neal Stewart]. New Hoboken: JohnWiley&Sons, 2008. Ch. 5. P. 113–134.

Bekh N.S., Kotsar M.O., Prysiazhniuk O.I. Biotechnological methods of creating homozygous lines of sugar sorghum. Guidelines. UNSCI. 2015. P.20.

Voitovska V. I., Storozhyk L. I., Liubych V. V., Tretiakova S. O., Prysiazhniuk O.I. Vegetative reproduction of sugar and grain sorghum: a method. rivers. Nat. Acad. agrarian. of Sciences of Ukraine, UNUS. Uman. 2019, pp. 17.

Robert N. Trigiano, Dennis J. GrayPlant Tissue Culture, Development, and Biotechnology. CRS Press. 2016. 608 p.

Us-Camas, R., Rivera-Solís, G., Duarte-Aké, F. et al. In vitro culture: an epigenetic challenge for plants. Plant Cell Tiss Organ Cult 118, 2014. 187–201. https://doi.org/10.1007/s11240-014-0482-8

Ermantraut E. R., Prysiazhniuk O. I., Shevchenko I. L. Statistical analysis of agronomic research data in STATISTICA 6.0 package. Kyiv: PolygraphConsulting, 2007. 55 p.


Пристатейна бібліографія ГОСТ


Сторожик Л. І. Агробіологічні основи формування агрофітоценозів сорго цукрового як біоенергетичної культури в Степу та Лісостепу України. Вінниця : Твори, 2018. 263 с.

Rao P. S., Prakasham R. S., Rao P. P., Chopra S. Sorghum as a sustainable feedstock for biofuels. Biomass and biofuels / S. Jose, T. Bhaskar (Eds). Boca Raton  : CRC Press Taylor & Francis Group, 2015. P. 2–48.

British Petroleum. BP statistical review of world energy 2016. Statistical review of world energy. vol. 65 ed. 2016. London : BP P.L.C.

Mathur S., Umakanth A. V., Tonapi V. A. et al. Sweet sorghum as biofuel feedstock: recent advances and available resources. Biotechnol Biofuels. 2017. 10, 146. doi: 10.1186/s13068-017-0834-9

Bishun Deo Prasad, Sangita Sahni, Prasant Kumar, Mohammed Wasim Siddiqui: Plant Biotechnology: Principles, Techniques, and Applications. CRC Press. 2017. 562 p

Пикало С. В., Прокопік Н. І., Юрченко Т. В. Морфогенез гібридів F2 пшениці ярої в культурі апікальних меристем пагонів // Біотехнологія – інноваційний шлях розвитку селекції рослин: тези доповідей Міжнар. наук. конф. (Одеса, 8–10 жовтня 2018 р.). Одеса: Астропринт. 2018. С. 37–38. 16.

Sharma,C., Kaur, M., Kaur, A. and Gosal, S.S. In vitro plant regeneration studies in three indica rice varieties. International Journal of Agriculture and Environmental Biotechnology. 2012. 5(4), 309-313.

Ahmadabadi M., Ruf S., Bock R. A leaf-based regeneration and transformation system for maize (Zea mays L.). Transgenic Research. 2007. V. 16. №4. P. 437–448.

Бишимбаева Н.К. Цитофизиологические основы биотехнологии длительной регенерации растений в культуре тканей зерновых злаков / Автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук. Алматы, 2007. 38 с.

Loque D, Scheller HV, Pauly M. Engineering of plant cell walls for enhanced biofuel production. Curr Opin Plant Biol. 2015. 25:151–61.

Dreger, M., Mól, R., Deja, A. et al. Improved plant regeneration in callus cultures of Sorghum bicolor (L.) Moench. In Vitro Cell.Dev.Biol.-Plant 55, 190–198 2019. https://doi.org/10.1007/s11627-019-09963-9

Пикало С. Калусогенез та регенерація рослин тритикале озимого в культурі апікальних меристем пагонів // Вісн. Львів. ун-ту. Сер. біол. 2015. Вип. 69. С. 20–26.

Ramulifho, E.; Goche, T.; Van As, J.; Tsilo, T.J.; Chivasa, S.; Ngara, R. Establishment and Characterization of Callus and Cell Suspension Cultures of Selected Sorghum bicolor (L.) Moench Varieties: A Resource for Gene Discovery in Plant Stress Biology. Agronomy 2019. 9, 218.

Rasha Adam Omer, Pauline Asami and Josephine Birungi. Callus Induction and Plant Regeneration from Immature Embryos of Sweet Sorghum (Sorghum bicolor Moench). Biotechnology. 2018. 17: 12–18.

Олійник О. О. Непрямий морфогенез та регенераційна здатність тканин троянди ефіроолійної Науковий вісник НЛТУ України, 2017, Т. 27, № 1. С.69-72.

Liu G, Gilding EK, Godwin ID (2015) A robust tissue culture system for sorghum [Sorghum bicolor (L.) Moench]. S Afr J Bot 98:157–160

Sinha S, Kumaravadivel N. Understanding genetic diversity of sorghum using quantitative traits. Scientifica (Cairo). 2016:3075023.

Shakoor N, Nair R, Crasta O, Morris G, Feltus A, Kresovich S. A Sorghum bicolor expression atlas reveals dynamic genotype-specific expression profiles for vegetative tissues of grain, sweet and bioenergy sorghums. BMC Plant Biol. 2014;14(35):1–14.

Рябовол Л. О. Клональне мікророзноження рослин. Методичні рекомендації для проведення лабораторно-практичних занять з «Біотехнології рослин». – Умань: УДАА, 2001. – 16 с.

Cardoza V. Tissue culture: The manipulation of plant development / Vinitha Cardoza // Plant biotechnology and genetics: Principles, techniques, and applications. [Ed. C. Neal Stewart]. — New Hoboken: JohnWiley&Sons, 2008. — Ch. 5. — P. 113 – 134.

Бех Н.С., Коцар М.О., Присяжнюк О.І., Біотехнологічні методи створення гомозиготних ліній сорго цукрового. Методичні рекомендації. ІБКіЦБ НААН. 2015. С.20.

Войтовська В.І., Сторожик Л.І., Любич В.В., Третьякова С. О., Присяжнюк О.І. Вегетативне розмноження сорго цукрового і зернового : метод. рек. Нац. акад. аграр. наук України, УНУС. Умань. 2019. С. 17.

Robert N. Trigiano, Dennis J. GrayPlant Tissue Culture, Development, and Biotechnology. CRS Press. 2016.— 608 p.

Us-Camas, R., Rivera-Solís, G., Duarte-Aké, F. et al. In vitro culture: an epigenetic challenge for plants. Plant Cell Tiss Organ Cult 1182014. 187–201. https://doi.org/10.1007/s11240-014-0482-8

Ермантраут Е. Р., Присяжнюк О. І., Шевченко І. Л. Статистичний аналіз агрономічних дослідних даних у пакеті STATISTICA 6.0. Київ : ПоліграфКонсалтинг, 2007. 55 с.




ISSN 2410-1303 (online)